Atlas hematologiczny z elementami diagnostyki laboratoryjnej i hemostazy - ebook

Przedmowa

Każdy atlas, zwłaszcza dotyczący biologii i medycyny, jest wyjątkowy. We wszystkich tego typu pozycjach wydawniczych są zwykle niepowtarzalne zdjęcia, ujęcia zjawisk oraz różnych konfiguracji zmian i stanów prawidłowych dotychczas przez nikogo niesfotografowanych. Dotyczy to również tej książki, kierowanej do lekarzy, diagnostów laboratoryjnych, studentów szkół medycznych oraz wszystkich zainteresowanych tą problematyką.

Autorem Atlasu hematologicznego z elementami diagnostyki laboratoryjnej i hemostazy są specjaliści z laboratoryjnej hematologii i diagnostyki medycznej oraz hematologii i transplantologii klinicznej, jednocześnie praktycy oraz nauczyciele akademiccy. Poszczególne rozdziały w sposób zrozumiały i przystępny wprowadzają do omawianego zagadnienia. Wszystkie części książki są bogato ilustrowane. Zamieszczono w niej zdjęcia komórek i zjawisk występujących we krwi, szpiku, węzłach chłonnych oraz płynie ustrojowym. Szczególną wartością tej publikacji jest możliwość zapoznania się z hematopoezą oraz rzadko spotykana sposobność obejrzenia zdjęć ilustrujących krwiotworzenie. Cenny jest też rozdział opisujący i obrazujący błędy popełniane podczas wykonywania i oceny rozmazów krwi czy szpiku. Rozdziały poświęcone niedokrwistościom, nowotworom mieloproliferacyjnym i nowotworom układu chłonnego, ostrym białaczkom oraz zespołom mielodysplastycznym wprowadzają w zagadnienie, ułatwiają ocenę morfologii komórek i interpretację zjawisk charakterystycznych dla omawianego schorzenia, w tym również hematologicznych chorób sierocych. Ponadto w książce omówione zostały oznaczenia cytochemiczne i cytoenzymatyczne, a także ich interpretacja i wykorzystanie w diagnostyce chorób krwi. Ostatni obszerny rozdział poświęcono współczesnej hemostazie i możliwościom jej oceny oraz diagnozowaniu występujących odchyleń.

Zamieszczenie w Atlasie obrazów komórek, przedstawienie zmian w ich morfologii oraz zilustrowanie zjawisk zaobserwowanych w rozmazach krwi i szpiku występujących w chorobach krwi było możliwe dzięki bogatemu archiwum preparatów hematologicznych zbieranych i katalogowanych przez wiele lat. Zdjęcia wykonano za pomocą mikroskopu z kamerą cyfrową umożliwiającą rejestrowanie obrazu. Dzięki oprogramowaniu i wykorzystaniu balansu bieli możliwe było prawidłowe odwzorowanie kolorów. Ryciny mają naturalny wygląd i odzwierciedlają przypadki spotykane w rutynowej diagnostyce mikroskopowej. Większość opatrzona jest skalą mikrometryczną. Dzięki temu możliwe jest ustalenie proporcji wielkości pomiędzy komórkami. W zależności od potrzeb stosowano obiektywy o różnym powiększeniu. W ten sposób możliwe było sfotografowanie zjawisk charakterystycznych dla danej choroby. Ocenę morfologii komórek oraz interpretację i opis zaobserwowanych zjawisk sporządzono na bieżąco, bezpośrednio na podstawie obrazu mikroskopowego.

Upłynęło wiele lat od obejrzenia przeze mnie pierwszego rozmazu krwi. Dla kolejnych roczników studentów wydziałów medycznych jakiś rozmaz będzie pierwszym, później będą kolejne. Dla niektórych oglądanie rozmazów jest lub będzie codziennością w życiu zawodowym. Atlas hematologiczny z elementami diagnostyki laboratoryjnej i hemostazy powstał również dzięki młodzieńczemu zapałowi studentów, w chwili wydania książki zapewne już diagnostów laboratoryjnych. Ich determinacja, wielokierunkowe zainteresowania i pasja spowodowały, że kiełkujący od lat plan napisania tej publikacji stał się realny.

Atlas oddajemy do rąk Czytelników. Do jego powstania przyczyniły się Ewa Maćkowiak, Kinga Eling, Anna Grosicka, Katarzyna Jaśkiewicz i Marta Michałowska. Wszystkim serdecznie dziękuję. Wyrażam wdzięczność współautorom za trud poniesiony przy opracowaniu rozdziałów. Podziękowanie kieruję również do Wydawnictwa Lekarskiego PZWL. Dziękuję za przygotowanie książki do druku, a przede wszystkim za troskę i staranność w opracowaniu jej części ilustracyjnej.

Maria Kozłowska-SkrzypczakWykaz skrótów

ADAMTS 13 (a disintegrin-like and metalloprotease with thrombospondin type 1 repeats) – dezintegryna i metaloproteinaza zawierająca powtórzenia podobne do trombospondyny-1

ADP – adenozyno-5-difosforan

AHA (acquired hemophilia A) – nabyta hemofilia A

ALL (acute lymphoblastic leukemia) – ostra białaczka limfoblastyczna

ALL L1–L3 – typy ostrej białaczki limfoblastycznej wg klasyfikacji FAB

AML (acute myeloblastic leukemia) – ostra białaczka szpikowa

AML M0–M7 – typy ostrej białaczki szpikowej wg klasyfikacji FAB

aPCC (activated prothrombin complex concentrate) – aktywowane czynniki zespołu protrombiny

APTT (activated partial thromboplastin time) – czas częściowej tromboplastyny po aktywacji

AVWS (acquired von Willebrand syndrome) – nabyta choroba von Willebranda

BT (bleeding time) – czas krwawienia

CFT (clot formation time) – czas formowania się skrzepu

CLL (chronic lymphocytic leukemia) – przewlekła białaczka limfocytowa

CML (chronic myeloid leukemia) – przewlekła białaczka szpikowa

CT (closure time) – czas okluzji

CT (coagulation time) – czas krzepnięcia

DIC (disseminated intravascular coagulation) – zespół rozsianego wykrzepiania wewnątrznaczyniowego

DRVVT (dilute Russell’s viper venom time) – czas krzepnięcia mierzony po dodaniu jadu żmii Russella

EDTA (ethylenediaminetetraacetic acid) – kwas etylenodiaminotetraoctowy

ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay) – immunoenzymatyczny test

FAB (French-American-Britisch) – klasyfikacja francusko-amerykańsko-brytyjska

FAG – fosfataza zasadowa (alkaliczna) granulocytów

FIX:C (factor IX coagulant activity) – aktywność koagulacyjna czynnika IX

FK – fosfataza kwaśna

FPA – fibrynopeptyd A

FPB – fibrynopeptyd B

FVIII (factor VIII) – czynnik VIII

FVIII:C (factor VIII coagulant activity) – aktywność koagulacyjna czynnika VIII

GP – glikoproteina płytkowa

HCL (hairy-cell leukemia) – białaczka włochatokomórkowa

HMW (high molecular weight) – cząsteczka o dużej masie

HMWK (high molecular weight kininogen) – kininogen wielkocząsteczkowy

IMW (intermediate molecular weight) – cząsteczka o średniej masie

INR (international normalized ratio) – międzynarodowy współczynnik znormalizowany

ISI (international sensitivity index) – międzynarodowy wskaźnik czułości

ITI (immune tolerance induction) – indukcja tolerancji immunologicznej

LA (lupus anticoagulant) – antykoagulant toczniowy

LD RIPA (low-dose ristocetin-induced platelet aggregation) – agregacja płytek krwi pod wpływem niskiego stężenia rystocetyny

LMW (low molecular weight) – cząsteczka o niskiej masie

MCF (maximal clot firmness) – maksymalna spójność skrzepu

MDS (myelodysplastic syndrome) – zespół mielodysplastyczny

MPO (myeloperoxidase) – mieloperoksydaza

NASDCA (naphthol AS-D chloroacetate esterase) – esteraza AS-D chlorooctanowa

NSE (non-specific esterase) – niespecyficzna esteraza

PAI-1 (plasminogen activator inhibitor-1) – inhibitor aktywacji plazminogenu typu 1

PAI-2 (plasminogen activator inhibitor-2) – inhibitor aktywacji plazminogenu typu 2

PAS (periodic-acid Schiff) – barwienie z użyciem odczynnika Schiffa

PFA-100 (platelet function analyzer) – aparat do oceny czasu okluzji

PKK – prekalikreina

PLT (plateletes) – płytki krwi

PT (prothrombin time) – czas protrombinowy

RIPA (ristocetin-induced platelet aggregation) – agregacja płytek krwi pod wpływem standardowego stężenia rystocetyny

RT (reptilase time) – czas reptylazowy

rVIIa (recombinant activated factor VII) – rekombinowany aktywowany czynnik VII

SBB sudan Black B – sudan czarny B

TAFI (thrombin activable fibrinolysis inhibitor) – inhibitor fibrynolizy aktywowany trombiną

TF (tissue factor) – czynnik tkankowy

TFPI (tissue factor pathway inhibitor) – inhibitor zewnątrzpochodnego układu krzepnięcia

t-PA (tissue plasminogen activator) – tkankowy aktywator plazminogenu

TRAP (tartrate resistant acid phosphatase) – kwaśna fosfataza oporna na winian

TT (thrombin time) – czas trombinowy

vWD (von Willebrand disease) – choroba von Willebranda

vWF (von Willebrand factor) – czynnik von Willebranda

vWF:Ag (von Willebrand factor antigen) – stężenie antygenu czynnika von Willebranda

vWF:PB (von Willebrand factor platelet-binding) – wiązanie czynnika von Willebranda do płytek1. Rozmaz krwi i szpiku w laboratoryjnej diagnostyce chorób krwi

Maria Kozłowska-Skrzypczak

1.1. Pobranie materiału

Znaczny postęp w diagnostyce laboratoryjnej, automatyzacja badań, wykorzystywanie nowych technik i uzyskiwanie dzięki analizatorom kolejnych parametrów charakteryzujących stan pacjenta przyspieszyły diagnostykę. W laboratoryjnej diagnostyce hematologicznej nadal jednak często nieodzownym badaniem jest mikroskopowa ocena rozmazu. Materiałem do oceny morfologii komórek układu krwiotwórczego oraz towarzyszących zjawisk może być krew żylna, pobrana na antykoagulant (np. EDTA; wersenian dwusodowy), lub natywna, uzyskana przez nakłucie opuszki palca. Ponadto może to być szpik kostny, uzyskany bądź w wyniku biopsji aspiracyjnej, bądź też trepanobiopsji, wykonywanej głównie w celu oceny histologicznej. W razie potrzeby dobrym materiałem do badań są również: płyn z jam ciała, węzły chłonne lub płyn mózgowo-rdzeniowy.

Pobrany materiał, poza oceną cytomorfologiczną, wykorzystuje się do badań: cytochemicznych, cytometrycznych, molekularnych, cytogenetycznych, histologicznych, immunohistochemicznych i mikrobiologicznych.

1.2. Wykonanie rozmazu oraz najczęściej popełniane błędy

W przedstawionym atlasie rozmazy krwi i szpiku oraz płynów z jam ciała wykonywano na szkiełkach podstawowych. Preparaty z węzłów chłonnych powstały poprzez sporządzenie ich odcisków. Barwienie preparatów przeprowadzono techniką manualną z wykorzystaniem zmodyfikowanej przez Pappenheima metody panoptycznej Maya-Grünwalda-Giemsy (metoda MGG). Obrazy w różnych powiększeniach mikroskopowych umożliwiły uchwycenie charakterystycznych cech morfologicznych komórek i typowych zjawisk dla poszczególnych jednostek chorobowych.

Prawidłowo wykonany rozmaz jest koniecznym i niezbędnym warunkiem wiarygodnej oceny morfologii komórek oraz występujących zjawisk. Wykonanie technicznie dobrego preparatu, zwłaszcza w chorobach krwi, wymaga doświadczenia. Wiedza i doświadczenie są także nieodzowne do oceny morfologii komórek jądrowych oraz erytrocytów i płytek krwi. Interpretacja zjawisk jest uzależniona od dostrzeżenia zmian, często nieuchwytnych dla początkującego diagnosty laboratoryjnego lub lekarza. Opanowanie tych umiejętności wymaga praktyki.

Wykonanie rozmazu wiąże się z przestrzeganiem ogólnych zasad, niezależnych od rodzaju materiału diagnostycznego. Rozmazy sporządza się na szkiełku podstawowym, najlepiej z matowym miejscem służącym do opisania preparatu. W przypadku zlecenia jedynie oceny rozmazu trzeba wykonać co najmniej jeden zapasowy preparat. Rozmazy po wysuszeniu należy opisać:

- imieniem i nazwiskiem chorego,
- datą badania,
- rodzajem materiału.

Wykonanie rozmazu z materiału bezpośrednio po pobraniu, bez antykoagulantu, musi się odbyć niezwłocznie po pobraniu. Rozmaz z materiału pobranego do probówki z antykoagulantem powinien być wykonany po bezpośrednim dokładnym wymieszaniu, lecz bez zbytniego wstrząsania probówką. Nieprawidłowe postępowanie może uniemożliwić właściwą ocenę rozmazu i przyczynić się do konieczności ponownego pobrania materiału i powtórzenia badania.

1.2.1. PRAWIDŁOWA TECHNIKA WYKONANIA ROZMAZU

Kroplę materiału umieszcza się na jednym końcu szkiełka podstawowego, a następnie za pomocą drugiego szkiełka (najlepiej trochę węższego) należy wykonać ruch ciągły, posuwisty, zdecydowany. To drugie szkiełko przykłada się w pewnej odległości od kropli, kolejno cofa, by materiał mógł się równomiernie rozprzestrzenić wzdłuż krawędzi, i dopiero po tych czynnościach wykonuje się ostateczny ruch, tak by powstał rozmaz, na końcu którego powstają „wąsy”. Należy pamiętać, by krwinek nie pchać, lecz ciągnąć je za szkiełkiem.

Właściwy rozmaz można uzyskać, modyfikując technikę wykonania. Kąt nachylenia obu szkiełek powinien wynosić 40–45°. Można go zmieniać, tak by uzyskać odpowiednie zagęszczenie krwinek, czyli takie, w jakim erytrocyty leżą jedne obok drugich (np. w przypadku nadkrwistości kąt się zmniejsza, a w niedokrwistości – zwiększa). Grubość rozmazu reguluje się poprzez modyfikację szybkości przesuwania szkiełka rozmazującego materiał. W celu uzyskania grubszego rozmazu konieczny jest zdecydowany, szybki ruch. Niekiedy wiedza na temat podejrzenia choroby może być pomocna w wyborze właściwej techniki wykonania.

Rozmazy należy od razu wysuszyć energicznymi, kilkukrotnymi ruchami ręki w powietrzu. Czynność ta jest nieodzowna dla uzyskania właściwego rozmazu, który powinien być odpowiedniej grubości i raczej cieńszy niż za gruby, węższy niż szkiełko podstawowe, żółtawy lub lekko łososiowy. W dobrze wykonanym preparacie, w większej jego części, erytrocyty powinny stanowić jedną warstwę komórek nienachodzących na siebie. Nałożoną na szkiełko kroplę materiału wykorzystuje się w całości w ten sposób, aby do końca szkiełka pozostało jeszcze 1–2 cm wolnej powierzchni. Koniec rozmazu powinien być nierówny, „postrzępiony”.

Na jakość rozmazu wpływa zarówno pierwsza, jak i druga, wolna faza suszenia w temperaturze pokojowej, trwająca do 24 godz. (najlepiej od 3 do 5 godz.). W przypadkach pilnych skraca się czas trwania ostatniej fazy.

Barwienie preparatów po dłuższym czasie przechowywania może łączyć się z błędami w interpretacji rozmazu, wynikającymi z uzyskania nieprawidłowej barwy komórek.

BŁĘDY W SPORZĄDZANIU ROZMAZU

Przy tak, wydaje się, prostych czynnościach jak wykonanie rozmazu, można popełnić liczne błędy doprowadzające do jego dyskwalifikacji:

- Wykonanie rozmazu na zakurzonym szkiełku podstawowym lub w zakurzonym, zapylonym pomieszczeniu – co może skutkować nierównomiernym rozłożeniem materiału z licznymi artefaktami.
- Zatłuszczenie szkiełka podstawowego, np. przez dotykanie jego powierzchni palcami – doprowadza do powstania „dziur” w rozmazie.
- Wykonywanie rozmazu niezdecydowanym i niepewnym ruchem ręki – powoduje, że ma on uskoki oraz na całej jego powierzchni są miejsca naprzemiennie cienkie i grube.
- Duża domieszka krwi obwodowej w materiale szpiku – skutkuje koniecznością powtórzenia badania; otrzymane odsetki komórek jądrzastych znacznie odbiegają od rzeczywistych i adekwatnych do uzyskiwanych w szpiku, co powoduje błędy w ocenie i interpretacji obrazu.
- Brak grudek w rozmazach szpiku – nie dotyczy to materiału pobranego od pacjentów ze schorzeniami, u podstawy których leży występowanie szpiku wybitnie ubogokomórkowego lub aplastycznego.
- Wykonanie preparatu grubego na całej długości, nałożenie zbyt dużej ilości materiału i nieumiejętne jego wykorzystanie – powoduje obkurczenie komórek jądrowych i niemożność oceny ich morfologii.
- Niewysuszenie preparatu niezwłocznie tuż po jego wykonaniu (brak pierwszej fazy suszenia) – widać wówczas krwinki morwowate, które są artefaktami.
- Zbyt intensywne wstrząsanie probówką przed wykonaniem rozmazu – może to doprowadzić do zniszczenia komórek i fałszywego wystąpienia ich fragmentów, a w efekcie – do zafałszowania wyniku badania.
- Zbyt długie przechowywanie materiału od momentu jego pobrania do wykonania rozmazu – bywa przyczyną zmian wodniczkowych w leukocytach, zaburzeń w morfologii jąder monocytów, granulocytów i limfocytów.
- Niewłaściwie dobrany olejek immersyjny – może spowodować odbarwienie struktur komórek, czyniąc z nich niemożliwe do oceny cienie.

1.3. Barwienie

Uzyskanie dobrych technicznie rozmazów łączy się z zastosowaniem odpowiednich warunków ich barwienia. Dotyczy to przestrzegania pH reakcji, w tym pH roztworów służących do barwienia oraz płukania. Korzystanie z kolejnych serii odczynników nakłada konieczność sprawdzenia, czy dotychczasowe warunki dotyczące czasu barwienia nie wymagają modyfikacji (czy nie należy go np. skrócić lub nieco wydłużyć w stosunku do stosowanego dotychczas). Za niskie pH objawia się zbyt intensywnie różową barwą komórek, natomiast za wysokie pH skutkuje błędem w postaci zasinienia barwy. W obu przypadkach utrudnia to interpretację morfologii komórek i ocenę zjawisk. Prawidłowo zabarwiony rozmaz jest różowofioletowy.

W metodzie barwienia MGG stosuje się zwykle bufory. Jeśli do tego celu wykorzystywana jest woda, powinna być zawsze analizowana pod względem pH. Musi być ona ponadto wysokiej jakości, destylowana lub bidestylowana, co może jednak wpłynąć na koszty badania. W celu uniknięcia w rozmazach zanieczyszczeń (w postaci strątów i mechanicznych zabrudzeń) roztwory wykorzystywane do barwienia powinny być sączone w metodzie manualnej przez bibułę filtracyjną.

Metoda MGG opiera się na wykorzystaniu barwników: kwaśnego – eozyny oraz zasadowych – błękitu metylenowego i azuru B. Utrwalaczem jest metanol. Może być on stosowany oddzielnie, w pierwszej kolejności przed roztworami barwiącymi lub jako składnik odczynnika Maya-Grünwalda-Giemsy. W metodzie MGG jądro komórek barwi się na różne odcienie fioletu, przy czym młodsze formy przybierają barwę jaśniejszą, starsze – ciemniejszą. Cytoplazma barwi się w zależności od pH. Gdy jest ono kwaśne, ma kolor niebieski (cytoplazma zasadochłonna), gdy zasadowy – różne odcienie czerwieni i różu (cytoplazma kwasochłonna). W przypadku amfoterycznego charakteru uzyskuje kolor fiołkoworóżowy, który świadczy o polichromatofilności. Barwi się wówczas barwnikami kwaśnym i zasadowym.

W cytoplazmie, w zależności od rodzaju komórki, mogą występować różne ziarnistości, np. azurochłonne barwiące się azurem B, w kolorach od fioletu do czerwieni. Jest to barwienie metachromatyczne. Ponadto w komórkach występować mogą ziarnistości kwasochłonne, zasadochłonne oraz obojętnochłonne (w rzeczywistości kwasochłonne). Wszystkie różnią się między sobą morfologią, w tym wielkością, rozmieszczeniem w komórce, kształtem i barwą.

Rycina 1.1

Prawidłowo wykonany rozmaz szpiku.

Rycina 1.2

Rozmaz szpiku zabarwiony metodą MGG.

Rycina 1.3

Rozmaz krwi obwodowej zabarwiony metodą MGG.

Rycina 1.4

Rozmaz wykonany błędnie – zbyt gruby.

Rycina 1.5

Rozmaz wykonany błędnie – na zanieczyszczonym szkiełku podstawowym.

Rycina 1.6

Rozmaz wykonany błędnie – na nieodtłuszczonym szkiełku podstawowym.

Rycina 1.7

Rozmaz wykonany błędnie.

Rycina 1.8

Niewłaściwy do oceny wybór miejsca w rozmazie szpiku.

Rycina 1.9

Właściwe miejsce w rozmazie szpiku prawidłowego (ten sam rozmaz co na rycinie 1.8).

Rycina 1.10

Niewłaściwy do oceny wybór miejsca w rozmazie krwi obwodowej.

Rycina 1.11

Właściwe miejsce w rozmazie krwi chorego na AML-NOS (ten sam rozmaz co na rycinie 1.10).

Rycina 1.12

Niewłaściwy do oceny wybór miejsca w rozmazie szpiku.

Rycina 1.13

Właściwe miejsce w rozmazie szpiku chorego na przewlekłą białaczkę limfocytową (ten sam rozmaz co na rycinie 1.12).

Rycina 1.14

Niewłaściwy do oceny wybór miejsca w rozmazie szpiku.

Rycina 1.15

Właściwe miejsce w rozmazie szpiku chorego na przewlekłą białaczkę limfocytową (ten sam rozmaz co na rycinie 1.14).

Rycina 1.16

Rozmaz zbyt gruby (obiektyw 10×).

Rycina 1.17

Zbyt gruby rozmaz krwi obwodowej osoby zdrowej – obkurczone komórki jądrowe, zlepione erytrocyty.

Rycina 1.18

Nieprawidłowo wykonany rozmaz krwi – zbyt gruby.

Rycina 1.19

Zbyt grube miejsce rozmazu szpiku, obkurczone komórki jądrzaste. Widoczny megakariocyt.

Rycina 1.20

Nieprawidłowo zabarwiony eozynofil w rozmazie krwi.

Rycina 1.21

Długi okres przechowywania krwi przed wykonaniem rozmazu – obecne wodniczki w granulocycie.

a

b

Rycina 1.22 a, b

Artefakt.

Rycina 1.23

Niewłaściwy olejek immersyjny powodujący odbarwienie jądra komórki (dotyczy wszystkich komórek jądrzastych w rozmazie).2. Hematopoeza

Maria Kozłowska-Skrzypczak

2.1. Krwiotworzenie

Krwiotworzenie jest procesem obejmującym zarówno wytwarzanie komórek krwi, które są końcowym efektem hematopoezy, jak i mechanizmy utrzymujące homeostazę ustroju.

W życiu płodowym krwiotworzenie rozpoczyna się w pęcherzyku żółtkowym; kolejno funkcję tę przejmują wątroba i śledziona, a następnie – szpik kostny. W 5. miesiącu rozwoju płodowego wytwarzane są w szpiku krwinki białe oraz płytki krwi, a w 7. miesiącu – erytrocyty. U dzieci hematopoeza zachodzi niemal we wszystkich kościach – zawierają one tzw. szpik czerwony. Wraz z wiekiem zastępowany jest on nieaktywnym szpikiem żółtym z tkanką tłuszczową, który może podjąć czynność krwiotwórczą, jeśli zajdzie taka potrzeba. Ostatecznie u dorosłych proces ten odbywa się w kręgach, żebrach, mostku, czaszce, kości krzyżowej, kości miednicy, bliższych końcach kości udowej i ramiennej. W przypadku niektórych chorób krwi mogą powstawać pozaszpikowe ogniska hematopoezy. Śledziona i wątroba ponownie mogą wznowić aktywność krwiotwórczą, jednak w takich przypadkach bariera szpik–krew (którą tworzą komórki śródbłonka naczyń szpiku) nie zatrzymuje wytworzonych komórek i pojawiają się one także we krwi.

Podstawą trwałości krwiotworzenia jest pula hematopoetycznych komórek macierzystych (hematopoietic stem cell – HSC). Mają one zdolność do:

- samoodnowy,
- różnicowania,
- dojrzewania.

Pierwsza z tych cech gwarantuje wytworzenie komórek identycznych jak komórka dzieląca się, natomiast różnicowanie jest procesem stopniowym, doprowadzającym do powstania komórek mielo- i limfopoezy. Komórki macierzyste dzielą się w trojaki sposób. Dzięki podziałom symetrycznym pula HSC jest utrzymana, powstają bowiem komórki zachowujące cechy komórki macierzystej. W wyniku podziału asymetrycznego mogą powstać komórki progenitorowe, które następnie podlegają różnicowaniu i dojrzewaniu, lub może dojść do podziału HSC na komórki, z których jedna zachowuje cechy HSC, a druga ma cechy komórki progenitorowej. Zdolność samoodnowy ma zasadnicze znaczenie dla homeostazy ustroju. W celu uzupełnienia strat komórek dojrzałych, charakteryzujących się krótkim okresem życia, oraz w celu podtrzymania homeostazy HSC wytwarzają w sposób ciągły znaczną liczbę komórek potomnych zdolnych do różnicowania, dojrzewania i proliferacji. Podziały symetryczne i asymetryczne umożliwiają zapewnienie stabilności systemu, zachowanie wielkości puli komórek macierzystych oraz będącej pod kontrolą wystarczającej liczby dojrzałych krwinek w obiegu. W prawidłowych warunkach wszystkie dojrzałe komórki krwi pochodzą z relatywnie niewielkiej liczby HSC i progenitorów, a procesy samoodnowy, dojrzewania, różnicowania oraz apoptozy są w stałej równowadze.

Hematopoetyczne komórki macierzyste zajmują w szpiku miejsca zwane niszami, poza którymi komórki macierzyste nie są zdolne do różnicowania i odnowy. W procesie zasiedlania nisz szpikowych istotną rolę spełnia transmigracja śródbłonkowa. Uczestniczą w nim oprócz cząstek adhezyjnych, np. CD34, również enzymy. W wielostopniowym procesie zagnieżdżenia istotne znaczenie ma zdolność przylegania komórek CD34+ do mikrośrodowiska. Wyraża się ona ekspresją molekuł adhezyjnych, co nie jest wystarczającym warunkiem prawidłowego zasiedlenia. Konieczne jest ukierunkowanie adhezji, co skutkuje zajęciem właściwych nisz szpikowych. Rolę tę odgrywa przede wszystkim chemokina SDF-1 (stromal derived factor-1). Na jej sygnał mogą odpowiadać jedynie komórki CD34+ z odpowiednią ekspresją receptora CXCR4 (CD184). Dużą rolę w procesie migracji HSC i w zasiedlaniu przez nie nisz szpikowych przypisuje się osi funkcjonalnej CXCR4–SDF-1. Zmiany w mikrośrodowisku tworzącym nisze mogą wpływać na pojawienie się i utrzymanie zmian chorobowych u pacjenta.

Komórki macierzyste pod względem morfologicznym przypominają limfocyty. Nie można ich zidentyfikować za pomocą mikroskopu świetlnego. Wcześniej wiedzę na ich temat uzyskano dzięki metodom hematologii eksperymentalnej z wykorzystaniem wielu technik hodowli in vivo oraz in vitro. Obecnie dzięki metodom immunocytochemicznym wiadomo, że komórki krwiotwórcze zbliżone do przedziału komórek macierzystych mają fenotyp – CD34+, CD133+, CD38–, Lin–, Thy1^(niskie/–) c-kit^(–/niskie), Rh123^(niskie), Ho33342^(niskie). Pod względem aktywności metabolicznej są mało aktywne oraz pozostają w fazie spoczynku. Ich obecność stwierdzono głównie w szpiku, ale występują również w znikomej liczbie we krwi obwodowej oraz wątrobie, śledzionie i innych narządach.

Jak wspomniano wyżej, poza zdolnością do samoodnowy, którą tracą inne bardziej dojrzałe komórki krwiotwórcze, HSC cechuje się zdolnością dojrzewania i różnicowania. Różnicowanie to proces stopniowy z powstaniem w pierwszej kolejności komórek wielopotencjalnych (colony forming unit-blast – CFU-blast; colony forming unit-granulocyte, erythrocyte, macrophage, megakaryocyte – CFU-GEMM; colony forming unit-lymphocyte – CFU-L), a następnie ukierunkowanych dla mielo- i limfopoezy typu B i T. W następstwie różnicowania się mielopoetycznych komórek macierzystych CFU-GEMM powstają prekursory ukierunkowane dla układu granulocytarnego i monocytowego: CFU-GM (colony forming unit-granulocyte, monocyte), CFU-G (colony forming unit-granulocyte), CFU-M (colony forming unit-monocyte) oraz granulocytów kwasochłonnych: CFU-Eo (colony forming unit-eosinophil) i zasadochłonnych: CFU-Baso (colony forming unit-basophil), szeregu czerwonokrwinkowego: BFU-E (burst forming unit-erythroid) i CFU-E (colony forming unit-erythroid) oraz megakariocytowego: CFU-Meg (colony forming unit-megakaryocyte).

Z limfopoetycznych komórek macierzystych CFU-L powstają linie limfocytów T, B i NK. W końcowym etapie ukierunkowane prekursory podlegają kolejnym podziałom i dojrzewaniu, tworząc komórki morfologicznie rozpoznawalne: erytrocyty, granulocyty, monocyty, płytki krwi oraz limfocyty. Przedstawione nazwy niedojrzałych komórek układu krwiotwórczego wywodzą się z hematologii eksperymentalnej i określają jednostkę tworzącą kolonie (colony forming unit – CFU). Przykładowo, CFU-blast jest komórką z pogranicza komórek macierzystych i wielopotencjalnych (rycina 2.1). W hodowli, w półpłynnym podłożu metylocelulozy wytwarza kolonię zwartą, złożoną z jednorodnych i niedojrzałych komórek blastycznych. Innym przykładem kolonii jest wytworzona przez wielopotencjalną komórkę CFU-GEMM kolonia mieszana złożona z komórek układu granulocytarnego, czerwonokrwinkowego, monocytowo/makrofagowego oraz płytkotwórczego (rycina 2.2). Wszystkie komórki hematopoetyczne do dojrzewania i różnicowania wymagają odrębnych warunków hodowli związanych m.in. ze składem podłoża, w tym – dostosowania odpowiedniego koktajlu cytokin i ich stężenia. Wiadomo, że im komórka rozwojowo młodsza, tym więcej wymaga czasu na wytworzenie komórek potomnych. Czas hodowli poszczególnych komórek, z różnych przedziałów krwiotworzenia, jest więc niejednakowy.

Za utrzymanie prawidłowego krwiotworzenia odpowiedzialne są m.in. cytokiny. Ułatwiają one interakcję pomiędzy HSC a mikrośrodowiskiem. Wydzielane są na drodze mechanizmów auto- lub parakrynnych przez limfocyty i komórki podścieliska szpiku, w tym komórki NK, limfocyty T, makrofagi, fibroblasty, osteoblasty, adipocyty. Wpływają na proliferację, różnicowanie i apoptozę oraz utrzymują równowagę pomiędzy przedziałami komórkowymi. W grupie cytokin wymienić można znane od dawna czynniki stymulujące wzrost kolonii granulocytarno-monocytowych – GM-CSF, granulocytarnych – G-CSF, monocytowych/makrofagowych – M-CSF oraz erytropoetynę i trombopoetynę.

Istotną rolę w regulacji hematopoezy odgrywają również chemokiny, wśród których znajduje się istotny w zasiedlaniu SDF-1. Efekty działania chemokin są często związane z ich wpływem na funkcję molekuł adhezyjnych, m.in. z grupy integryn. Integryny VLA (very late antygen) są cząsteczkami adhezyjnymi pełniącymi ważną funkcję w przemieszczeniu się komórek w okresie embriogenezy oraz w okresie dojrzałym, a także w interakcjach komórek nowotworowych z prawidłowymi w chorobie nowotworowej.

Wśród czynników oddziałujących na komórki hematopoetyczne należy wymienić: ligand receptora c-Kit (CD117) – czynnik Steel (steel factor), określany niekiedy mianem SCF (stem cell factor); ligand receptora FLT3 – FLT3-ligand (fetal liver tyrosine kinase) oraz znaną od dawna IL-3. Czynnik Steel uważany jest za najważniejszy czynnik wzrostu komórek macierzystych. Jego źródłem są komórki podścieliska. Jest on regulatorem samoodnowy komórek macierzystych w szpiku, a także współuczestniczy w stymulowaniu komórek CD34+ do różnicowania. FLT3-ligand to czynnik stymulujący; oddziałuje na komórki macierzyste i progenitory układu krwiotwórczego, komórki NK i część komórek dendrytycznych.

Za regulację krwiotworzenia odpowiedzialne są zarówno cechy genetyczne, charakterystyczne dla poszczególnych komórek, jak i oddziaływania pomiędzy nimi. System regulacyjny bazuje na różnej kombinacji czynników transkrypcyjnych, które determinują podział, przeżycie, proliferację, dojrzewanie i różnicowanie komórek układu krwiotwórczego. Głównym źródłem informacji dla komórek krwiotwórczych są, jak wskazano powyżej, komórki podścieliska, czyli zrębu wypełniającego przestrzenie narządów krwiotwórczych. Podścielisko w celu zapewnienia stałości i ciągłości działania posiada również własne komórki macierzyste nazwane mezenchymalnymi. Dotychczasowa wiedza nie pozwala na wyjaśnienie wielu mechanizmów krwiotworzenia. Wraz z rozwojem zaawansowanych technik molekularnych, cytogenetycznych oraz cytometrii przepływowej możliwe jest ciągłe poznawanie wielu nadal niejasnych, zawiłych systemów regulujących hematopoezę.

Schemat 2.1 Schemat hematopoezy.

BFU-E – wczesna ukierunkowana komórka erytroidalna; BFU-Meg – wczesna ukierunkowana komórka megakariopoezy; CFU-E – późna ukierunkowana komórka erytroidalna; CFU-G – ukierunkowana komórka układu granulocytarnego; CFU-GEMM – mieloidalna komórka wielopotencjalna (inaczej: komórka formująca kolonie dla szeregów granulocytarnego, czerwonokrwinkowego, monocytarnego, płytkowego); CFU-GM – ukierunkowana komórka układów granulocytarnego i monocytowego; CFU-L – komórka wielopotencjalna limfoidalna; CFU-LB – ukierunkowana komórka limfoidalna dla limfocytów B; CFU-LT – ukierunkowana komórka limfoidalna dla linii limfocytów T; CFU-M – ukierunkowana komórka układu monocytowego; CFU-Meg – późna ukierunkowana komórka megakariopoezy.

Rycina 2.1

Kolonia utworzona przez CFU-blast.

Rycina 2.2

Kolonia mieszana utworzona przez CFU-mix (CFU-GEMM).

Rycina 2.3

Kolonie utworzone przez prekursory układu granulocytarnego (lewa strona obrazu) oraz czerwonokrwinkowego (prawa strona obrazu).

Rycina 2.4

Widoczne kolonie granulocytarne oraz makrofagowa (centrum obrazu).

Rycina 2.5

Kolonie utworzone przez prekursory ukierunkowane CFU-GM.

Rycina 2.6

Kolonia monocytowo-makrofagowa.

Rycina 2.7

Kolonie utworzone przez mniej i bardziej dojrzałe prekursory erytroidalne. W lewym dolnym rogu duża kolonia powstała z BFU-E.

Rycina 2.8

Kolonie utworzone przez prymitywne komórki układu czerwonokrwinkowego BFU-E.

2.2. Morfologia komórek mikroskopowo rozpoznawalnych

2.2.1. UKŁAD CZERWONOKRWINKOWY

Schemat 2.2 Komórki układu czerwonokrwinkowego.

Erytropoeza zachodzi w szpiku, w małych wyspach erytropoetycznych. Wyspa zawiera jeden makrofag lub dwa, które otoczone są przez progenitory erytrocytów. Im dalej od centrum wyspy, tym bardziej dojrzałe erytroblasty, które dojrzewając, przesuwają się na zewnątrz, by w końcu po utracie jądra przemieścić się do krwiobiegu jako erytrocyty.

BUDOWA KOMÓREK MORFOLOGICZNIE ROZPOZNAWALNYCH

Proerytroblast

To największa komórka tego układu (15–30 µm) o okrągłym kształcie. Cytoplazma jest zasadochłonna, brak w niej ziarnistości, czasem formuje palczaste wypustki. Wokół jądra cytoplazma tworzy charakterystyczne „halo”, czyli przejaśnienie. Jądro jest okrągłe, o wyraźnych konturach. Chromatyna ma „marmurkowatą” strukturę, jest gęsta, grudkowata, ale delikatna. Stosunek jądra do cytoplazmy wynosi 8:1–4:1. Wewnątrz jądra dobrze widocznych jest kilka (2–5) bladych jąderek, często otoczonych obwódką. Proerytroblast występuje przez 12 godz. w szpiku, po czym dzieli się na dwa erytroblasty zasadochłonne.

Erytroblast zasadochłonny

Okrągła komórka wielkości 10–18 µm o zasadochłonnej i bezziarnistej cytoplazmie. Jądro ma okrągły kształt i wyraźne kontury. Chromatyna w porównaniu z proerytroblastem jest delikatniejsza, zawiera jaśniejsze strefy i liczne grudki. Stosunek jądra do cytoplazmy wynosi 6:1–4:1. Jąderka są już zwykle niewidoczne. Komórka ta występuje w szpiku przez ok. 16–20 godz. Komórka dzieli się dwu- lub trzykrotnie. W wyniku podziałów powstają komórki potomne, erytroblasty wielobarwliwe.

Erytroblast wielobarwliwy/polichromatofilny

Wielkość komórki mieści się w granicach 8–15 µm. Kształt wciąż jest okrągły, jednak pojawiają się zmiany w cytoplazmie, która przybiera nowe odcienie i staje się polichromatofilna. Nadal jest bezziarnista. Chromatyna staje się gęstsza, układa się promieniście, przypominając koło rowerowe (jądro szprychowate). Stosunek jądra do cytoplazmy wynosi 4:1. Jąderka pozostają niewidoczne. Erytroblast polichromatofilny dojrzewa w szpiku przez 30 godz.

Erytroblast kwasochłonny/ortochromatyczny

To okrągła komórka o rozmiarach 8–12 µm. Cytoplazma jest zdecydowanie kwasochłonna, choć może mieć resztki barwienia zasadochłonnego. Brak widocznych ziarnistości. Jądro jest okrągłe, małe i pyknotyczne, często położone ekscentrycznie, zwłaszcza w starszych erytroblastach. Chromatyna jest zbita i przyjmuje intensywniejszą barwę. Stosunek jądra do cytoplazmy wynosi 1:1. Nieobecne są jąderka. Komórka ta występuje w szpiku przez 20 godz., aż przekształci się w retikulocyt.

Retikulocyt

Komórka niewidoczna w barwieniu metodą MGG. Ma wielkość 8–12 µm, okrągły kształt i bezziarnistą cytoplazmę, choć może być obecne nakrapianie zasadochłonne świadczące o pozostałości rybonukleoprotein. Retikulocyty dojrzewają do erytrocytów w ciągu 2–4 dni, i u dorosłego człowieka we krwi obwodowej stanowią 5–15‰ populacji (wyższe normy dla niemowląt i dzieci). Zwiększona wartość liczby retikulocytów (retikulocytoza) wynika ze wzmożonej erytropoezy.

Erytrocyt (normocyt)

Okrągła komórka w kształcie dwuwklęsłego dysku (by utrzymać swoją formę, energię czerpie z beztlenowej przemiany glukozy) i o wielkości 6–9 µm (80–100 fl). Nie ma jądra, jak również ziarnistości i wtrętów w cytoplazmie. Po barwieniu MGG przyjmuje odcienie koloru różowego. W środku komórki znajduje się przejaśnienie zajmujące nie więcej niż 1/3 średnicy. Średni czas życia erytrocytu wynosi 120 dni.

Rycina 2.9

Dwa proerytroblasty szpiku prawidłowego.

Rycina 2.10

Proerytroblasty.

Rycina 2.11

Proerytroblasty.

Rycina 2.12

Erytroblast zasadochłonny z jądrem o chromatynie ułożonej marmurkowo.

Rycina 2.13

Dwa erytroblasty zasadochłonne.

Rycina 2.14

Cztery erytroblasty polichromatofilne.

Rycina 2.15

Dwa erytroblasty polichromatofilne szpiku.

Rycina 2.16

Erytroblasty szpiku prawidłowego na różnym poziomie dojrzałości.

Rycina 2.17

Erytroblast kwasochłonny.

Rycina 2.18

Erytroblast kwasochłonny ułożony centralnie oraz limfocyt.

Rycina 2.19

Denukleacja jądra przez erytroblast kwasochłonny.

Rycina 2.20

Dwa erytroblasty zasadochłonne oraz położone niżej dwa erytroblasty polichromatofilne.

Rycina 2.21

Dwa erytroblasty zasadochłonne oraz wyżej położony jeden bardziej dojrzały erytroblast kwasochłonny.

Rycina 2.22

Dwa erytroblasty zasadochłonne (prawa strona) oraz erytroblast kwasochłonny (lewa strona obrazu).

Rycina 2.23

Dwa erytroblasty zasadochłonne (góra obrazu) oraz erytroblast polichromatofilny.

Rycina 2.24

Centralnie położony erytroblast zasadochłonny. Poniżej, po prawej stronie obrazu komórka blastyczna z widocznymi jąderkami w jądrze.

Rycina 2.25

Dwa erytroblasty zasadochłonne oraz trzy erytroblasty polichromatofilne w szpiku prawidłowym.

2.2.2. UKŁAD GRANULOCYTARNY

Schemat 2.3 Komórki układu granulocytarnego.

Układ granulocytarny jest układem ziarnistym. Powstawanie komórek tego szeregu zachodzi w szpiku. Dojrzałe neutrofile pozostają tam przez 5 dni, a następnie przechodzą do krwi, gdzie przebywają ok. 6 godz. Ich dalsza droga wiedzie do tkanek obwodowych, gdzie mogą żyć 2–5 dni lub być sfagocytowane. Wykazują na swojej powierzchni ekspresję cząsteczek adhezji międzykomórkowej. Właściwość ta pozwala im na przyleganie do śródbłonka przed migracją do tkanek.

BUDOWA KOMÓREK MORFOLOGICZNIE ROZPOZNAWALNYCH

Mieloblast

Komórka o wielkości 10–25 µm i okrągłym bądź owalnym kształcie. Zawiera średnio zasadochłonną cytoplazmę bez ziarnistości, choć wraz z dojrzewaniem mogą się one pojawić. Jądro jest duże, okrągłe lub owalne, zazwyczaj położone ekscentrycznie, ale czasem również centralnie. W odróżnieniu od proerytroblastu jądro nie jest marmurkowate. Chromatyna ma delikatnie siateczkową strukturę. Wewnątrz jądra znajdują się pęcherzykowate jąderka w liczbie 2–5. Stosunek jądra do cytoplazmy wynosi 4:1.

Promielocyt

Może osiągać większe rozmiary od mieloblastu (13–30 µm). Jest to owalna komórka o obwodowo zasadochłonnej cytoplazmie, która bliżej jądra staje się bardziej kwasochłonna. We wnętrzu tej cytoplazmy znajdują się liczne azurochłonne ziarnistości, barwiące się na kolor ciemnego różu i będące jedną z charakterystycznych cech promielocytu. Duże jądro położone jest ekscentrycznie, ma owalną formę, często z niewielkim wgłębieniem. W chromatynie pojawia się nieregularna kondensacja, jąderka wciąż są wyraźne, lecz w mniejszej ilości i o mniejszych wymiarach niż w mieloblaście. Stosunek jądra do cytoplazmy wynosi 3:1.

Mielocyt

Jest to okrągła komórka o wielkości 10–18 µm, z obfitą i kwasochłonną cytoplazmą. W jej wnętrzu obecne są liczne pierwotne (azurochłonne) i wtórne ziarnistości. Jądro może przyjmować różne kształty, od okrągłego do nerkowatego, chromatyna staje się heterogenna, a jąderka zwykle są niewidoczne. Stosunek jądra do cytoplazmy wynosi 2:1–1:1. Na tym etapie, ze względu na morfologię oraz przede wszystkim typ ziarnistości wtórnych, zaczyna się rozróżniać mielocyty obojętno-, zasado- i kwasochłonne.

Metamielocyt

Wymiarami i kształtem przypomina mielocyt (10–18 µm). Cytoplazma jest obfita, a jej wybarwienie zależy od pH. Dominują wtórne ziarnistości, niekiedy w nieznacznej ilości obecne są ziarnistości pierwotne. Nerkowate i ekscentrycznie położone jądro wypełnia heterogenna chromatyna. Jąderka są nieobecne. Stosunek jądra do cytoplazmy wynosi 1:1.

Granulocyt pałeczkowaty

Komórka o wielkości 10–20 µm, ma okrągły kształt oraz różową cytoplazmę z obfitymi ziarnistościami. Jądro tworzy charakterystyczny kształt podkowy, a ewentualne przewężenie jest większe od 1/3 średnicy jądra. Kształt jądra może być również inny i przypominać niektóre litery alfabetu: L, U, S i niekiedy O. Chromatyna jest już skondensowana, jąderka są nieobecne, a stosunek jądra do cytoplazmy jest niski. Granulocyty pałeczkowate fizjologicznie pojawiają się we krwi obwodowej w ilości mniejszej niż 5%. Odróżnienie jądra pałeczkowatego od segmentowanego sprawia niekiedy trudności. Przyjmuje się, że stwierdzana choćby w jednym miejscu skłonność do większego przewężenia w jądrze kwalifikuje granulocyt do przedziału granulocytów segmentowanych.

Granulocyt segmentowany

Bez względu na obojętno-, kwaso- lub zasadochłonność, wszystkie komórki są okrągłe lub owalne i zawierają bladoróżową cytoplazmę, niekiedy całkowicie zakrytą przez liczne ziarnistości wtórne. Jądro zawsze jest płatowate z silnie skondensowaną chromatyną, nie stwierdza się obecności jąderek. Stosunek jądra do cytoplazmy jest niski.

Granulocyt segmentowany obojętnochłonny

Wymiary komórki mieszczą się w zakresie 14–20 µm. Neutrofil zawiera nieliczne ziarnistości azuro- i obojętnochłonne, te ostatnie wybarwiają się na kolor fioletowy. Liczba płatów w jądrze może wynosić 2–3, maksymalnie osiąga 5. Przewężenie w jądrze jest mniejsze od 1/3 jego średnicy w najszerszym miejscu.

Granulocyt segmentowany kwasochłonny

Wśród dojrzałych granulocytów ten jest największy (15–25 µm). Bladoróżową cytoplazmę zakrywają stosunkowo duże, obfite i regularne pomarańczowo-czerwone (kwasochłonne) ziarnistości, które ściśle wypełniają przestrzeń wokół chromatyny. Jądro zazwyczaj jest dwupłatowe i tworzy charakterystyczny kształt binokli.

Granulocyt segmentowany zasadochłonny

Jest najmniejszą komórką spośród granulocytów występujących we krwi (12–18 µm). Cytoplazmę przesłaniają pozostałe elementy strukturalne. Ziarnistości mają barwę bardzo ciemną, granatową do ciemnofioletowej, są ułożone nieregularnie. Mogą przykrywać jądro. Są różnej wielkości i wyglądem przypominają kleksy atramentu. Jądro również wybarwia się na ciemne odcienie, chromatyna jest skondensowana, a jego płaty są niesymetryczne i często trudno je rozróżnić.

Porównanie morfologii pierwszych komórek morfologicznie rozpoznawalnych układu granulocytarnego i czerwonokrwinkowego

W stanach prawidłowych mieloblasty oraz proerytroblasty występują jedynie w szpiku. Są reprezentantami dwóch układów: granulocytarnego i czerwonokrwinkowego. Niekiedy ich ocena i zakwalifikowanie do układu może sprawiać trudności. W tabeli 2.1 przedstawiono porównanie morfologii tych komórek.

Tabela 2.1

Porównanie morfologii komórek

---------------------------- ------------------------------------------------- ------------------------------------------------------------------------------
CECHA MIELOBLAST PROERYTROBLAST
Wielkość Zbliżona Zbliżona, niekiedy większa
Cytoplazma Mniej zasadochłonna Bardziej zasadochłonna; przejaśnienie wokół jądra, wypustki cytoplazmatyczne
Jądro Eliptyczne/okrągłe Okrągłe
Położenie jądra Centralne, niekiedy ekscentryczne Centralne
Chromatyna Homogenna Pozagęszczana, marmurkowa
Jąderka Pęcherzykowate Blade, niekiedy posiadają obrączkę na obwodzie
Ziarnistości w cytoplazmie Bezziarnista/pojedyncze ziarnistości azurofilne Bezziarnista
---------------------------- ------------------------------------------------- ------------------------------------------------------------------------------

Rycina 2.26

Mieloblast (centrum obrazu) oraz neutrofil.

a

Rycina 2.27a.

Promielocyt.

b

c

Rycina 2.27b, c.

Promielocyt.

Rycina 2.28

Mielocyt obojętnochłonny.

Rycina 2.29

Mielocyt kwasochłonny oraz metamielocyt obojętnochłonny.

Rycina 2.30

Mielocyt obojętnochłonny.

Rycina 2.31

Metamielocyt obojętnochłonny/granulocyt pałeczkowaty.

Rycina 2.32

Granulocyt segmentowany oraz mielocyt (poniżej) i metamielocyt (powyżej).

Rycina 2.33

Mielocyt kwasochłonny (centralnie położony) oraz granulocyt obojętnochłonny o jądrze pałeczkowatym w prawym górnym rogu obrazu.

a

b

Rycina 2.34a, b

Granulocyt pałeczkowaty obojętnochłonny.

c

Rycina 2.34c

Granulocyt pałeczkowaty obojętnochłonny.

Rycina 2.35

Granulocyt segmentowany obojętnochłonny.

a

b

Rycina 2.36a, b

Granulocyt zasadochłonny.

Rycina 2.37

Granulocyt kwasochłonny (centralnie położony), dwa erytroblasty zasadochłonne i plazmocyt (po prawej) oraz neutrofil (dół obrazu).

Rycina 2.38

Reprezentacja trzech układów w szpiku – granulocytarnego (lewa strona obrazu), limfoidalnego (środek) oraz czerwonokrwinkowego (prawa strona obrazu).